Abstract

El aceite de oliva virgen (AOV) es el principal aceite comestible de la dieta mediterránea y además de sus excelentes cualidades organolépticas y nutricionales, ofrece efectos beneficiosos para la salud humana. Numerosas referencias describen el papel beneficioso del AOV en el tratamiento y prevención de determinadas patologías asociadas a la generación de sustancias oxidantes como: arterioesclerosis, neurodegeneración y envejecimiento entre otras. Estos beneficios potenciales se deben principalmente a su elevado contenido en ácido oleico y otros componentes menores así como a la presencia de sustancias con propiedades antioxidantes tales como los polifenoles, tocoferoles y pigmentos. La fracción fenólica del AOV consiste en una mezcla heterogénea de compuestos, tales como los ácidos fenólicos (derivados del ácido hidroxibenzoico y el ácido hidroxicinámico), feniletil alcoholes (tirosol e hidroxitirosol), secoroides (derivados de oleuropeína) y los lignanos. Por lo tanto, la determinación cualitativa y cuantitativa de los compuestos fenólicos en el AOV es de especial importancia y el desarrollo de métodos analíticos eficaces y rápidos para su extracción es necesario. Se han empleado varios métodos para el aislamiento de la fracción fenólica polar de AOV, extracción líquido-líquido (LLE) y extracción en fase sólida (SPE). Como variantes de la extracción líquido-líquido clásica, se ha utilizado la extracción mediante ultrasonido (USE) y la microextracción líquido-líquido (LLME). Estos métodos se han utilizado tanto para la determinación de fenoles totales como de fenoles individuales en el AOV. Objetivos: El objetivo principal de este trabajo es obtener un método de extracción de fenoles en AOV lo más rápido, económico y ecológico posible. Por supuesto, deberá ser repetitivo y reproducible para que sea realmente funcional. La efectividad de cada una de las metodologías aplicadas en estas matrices se pondrá de manifiesto a través del análisis espectrofotométrico mediante colorimetría para la determinación de fenoles totales y la separación y determinación de los fenoles individuales mediante cromatografía líquida de alta resolución acoplada a diodo (HPLC-DAD). Material y método: Los reactivos utilizados fueron: metanol, n-hexano, reactivo de Folin-Ciocalteu, ácido acético glacial y hidróxido sódico de grado espectrofotométrico (99,9%). Se utilizaron patrones: tirosol (97%), ácido cafeico (98%), ácido vanílico (97%), ácido p-cumárico (98%), ácido o-cumárico (97%), ácido gálico (99%), ácido sinápico (98%), apigenina (99%), luteolina (99%), oleuropeína (99%) e hidroxitirosol. Se utilizaron muestras para el estudio de aceite de oliva virgen extra y un aceite refinado dopado con fenoles. Se utilizaron 3 metodologías diferentes (LLME, LLE y USE) para el estudio de la extracción de fenoles totales. Variaciones del método de microextracción líquido-líquido (LLME) y del método de ultrasonido (USE), además de un método de extracción en fase sólida (SPE) se utilizaron en la obtención del extracto fenólico para la determinación de las especies individuales. Principales aportaciones: Este trabajo resume y evalúa los métodos de extracción de fenoles ya conocidos y los compara con un nuevo método de extracción desarrollado que posee grandes ventajas frente a los otros métodos ya conocidos. Este nuevo método de microextracción líquido-líquido en eppendorf aporta ventajas tales como: un menor consumo de muestra, rapidez, y un menor consumo y generación de residuos. Además, este método ha demostrado tener una buena repetitividad y reproducibilidad, con lo que demuestra ser un método robusto y por lo tanto muy óptimo para obtener los fenoles tanto individuales como totales del aceite de oliva. Principales referencias: • Vázquez Roncero, Rev. Fr. Corps Gras. 25 (1978) 21-26. • T. Gutfinger, J. Am. Oil Chem. Soc. 58 (1981) 966–968. • Vázquez Roncero, C. Janer Del Valle, Mª L. Janer Del Valle, Grasas y Aceites 24 (1973) 350-357. • M. Murkovic, S. Lechner, A. Pietzka, M. Bratacos, E. Katzogiannos, Journal of Biochemical and Biophysical Methods 61 (2004) 155-160. • M. Pirisi, P. Cabras, C. Falqui, M. Migliorini, M. Muggelli, J. Agric. Food Chem. 48 (2000) 1191-1196. • F. Gutierrez, B. Jiménez, M. A. Albi, J. Agric. Food Chem. 47 (1999) 121-127. • R.W. Owen, W. Mier, A. Giacosa, W.E. Hull, B. Spiegelhalder, H. Bartsh, Clin. Chem. 46 (2000) 976-988. • P. Andrewes, J. L. H. C. Busch, T. De Joode, A. Groenewegen, H. Alexandre, J. Agric. Food Chem. 51 (2003) 1415–1420.